Omega i kroppen

Fordøyelse av fett

Denne rapporten oppsummerer hva som skjer i mage-tarmkanalen (GIT) når man spiser ulike typer lipid (fett) komplekser, slik som triglycerider (TAG), fosfolipider (PL) og ethyl estere (EE). Videre forklares hva som skjer ved malabsorpsjon av fett, som ikke bare påvirker opptaket av fett direkte, men som også vil påvirke opptaket av de essensielle fettløselige vitaminene og karotenoider. Rapporten omfatter også en kort beskrivelse av hvordan man per dags dato studerer inntaket av omega-3 PUFAs in vivo (i kroppen), samt ulike biomarkører som antas å reflektere inntaket av omega-3 PUFAs i menneskekroppen.

Fett i maten vi spiser

I maten vi spiser finner vi fett i form av en rekke typer forskjellige lipid-komplekser. Det lipidkomplekset det er mest av i kostholdet vårt kalles triglycerider (TAGs), og er bygd opp med ett glyserol-molekylet og tre fettsyrer (FA) [1] (fig. 1). Triglyceridene er hydrofobe, hvilket betyr at de er uløselige i vann, en egenskap som påvirker deres transport gjennom det vannrike miljøet i mage-tarmkanalen (GIT). Fettsyrene er koblet til glycerolet med en esterbinding. Det er denne esterbindingen som brytes når fettet fordøyes. Man får da dannet frie fettsyrer (FFA) og monoacylglycerol (MAG). Disse lipidene, FFA og MAG, er mer hydrofile, noe som gjør dem lettere å løse i vann samt å absorbere i tynntarmen absorpsjonen i tynntarmen. På grunn av lipidkompleksenes hydrofobe natur, vil det meste av fettet i maten vi spiser eksistere som emulsjoner hvor lipid dråper blir stabilisert i et vannrikt miljø ved hjelp av amfifile lipider og proteiner [2]. Amfifil  er en betegnelse som beskriver ett molekyl som har både en hydrofob og en hydrofil ende, og som på denne måten går inn i interfasen mellom vann og fett.

 

Fettsyrer har et bredt spekter av forskjellige kjedelengder, grad av umettethet og forskjellige isomerer. Generelt inneholder en fettsyre 2-24 karbonatomer (C), [3], med en karboksylgruppe (-COOH) ved en ende, og en metylgruppe (-CH3) i den andre enden, ofte kalt ω (omega) / n. Doble bindinger kan også inngå i kjeden og man har da en umettet fettsyre; enumettet fettsyre (MUFA) om bare én dobbeltbinding er til stede, og en flerumettet fettsyre (PUFA) hvis det er ≥ 2 doble bindinger til stede [3]. De flerumettede fettsyrene er videre klassifisert som enten omega-3, omega-6, omega-7 eller omega-9; avhengig av posisjonen til den første dobbeltbindingen regnet fra -CH3 i fettsyren. Både lengden av karbonkjeden og tilstedeværelse av dobbeltbindinger vil påvirke egenskapene til den spesifikke fettsyren. I ett triglycerid kan fettsyrene plasseres i tre ulike posisjoner, kalt sn-1, -2 og -3 (Fig. 1). Som et eksempel på dette er posisjonen til den langkjedete (LC) omega-3 flerumettede fettsyrer eikosapentaensyre (EPA) og dokosaheksaensyre (DHA) på triglyceridet avhengig av lipidkompleksets opprinnelse. EPA og DHA er plassert hovedsakelig i Sn-1-og -3 i marine pattedyr, mens de hos fisk finnes hovedsakelig i sn-2-stillingen i TAGs avledet fra fisk [3].

 

Tidligere studier har vist at flerumettede fettsyrer kan ha gunstige effekter på flere metabolske risikofaktorer hos mennesker [4, 5]. Den positive effekten av LC omega-3 PUFA er foreslått å være delvis på grunn av reduksjon av serum TAGs, samt ved å redusere graden av inflammasjon i kroppen [6, 7].

 

Figure 1 viser et triglycerid (TAG), inkludert et glycerol ryggrad og tre fettsyrer (FA). FA er festet til bestemte posisjoner i TAG, kalt sn-1, -2 og -3.

         

Fordøyelse og opptak av fett hos mennesker

Mennesket fordøyer fett svært effektivt, og omtrent 95-98% av fettet i kosten absorberes i tynntarmen [8, 9]. Lipidkomplekser man finner i maten må brytes ned i mindre biter for at de kan absorberes av enterocyttene, som er de cellene som er ansvarlig for opptak og transport av ulike næringsstoffer gjennom/over tarmveggen (fig. 4). De fleste, men ikke alle lipidkompleksene inneholder esterbindingene som lett hydrolyseres av lipasene som er til stede i mage-tarmkanalen (GIT). Lipasene er essensielle enzymer som er ansvarlig for nedbrytning av fettet i kroppen vår. Lipasene hydrolyserer fett fra overflaten på fettdråpene, på denne måten vil grenselagets natur bestemme både hastighet og grad av lipid hydrolyse [10].  Absorpsjon av lipider er størst i den øvre del av tynntarmen på grunn overflateaktive stoffene som er til stede der [11]. Tilstedeværelsen av overflate aktive stoffer vil hjelpe til å fordele fettet i mindre komplekser som kalles miceller. Når fettet fordeles i mindre komplekser vil overflatearealet øke og lipasene få større overflate å arbeide på slik at fettfordøyelsen blir mer effektiv.  Når de overflateaktive stoffer, for eksempel FFA og MAGs, etter hvert absorberes vil lipolysen igjen bli mindre effektiv [12].

 

Siden TAGs utgjør hoved andelen av fettet i kosten vår (circa 95%), er det i hovedsak to lipolytiske enzymsystemer som er viktige for en effektiv fordøyelse av fett; den gastriske (HGL) - og den pankreatiske (HPL) lipasen [8, 13]. Det relative bidraget fra HGL og HPL til den totale fettfordøyelsen er omtrent 10-30% og 70-90% (fig. 2). Det finnes også andre lipaser stede i mage-tarmkanalen; som pankreatisk carboxyl-esterase, pankreatisk fosfolipase A2 (sPLA2) [14], og den pankreatiske lipase relatert protein-2 (PLRP2) [15]. Disse lipasene er ansvarlig for hydrolysering av andre lipid komplekser fra maten vi spiser, for eksempel fosfolipider og galaktolipider [16]. I kroppen finnes det også andre typer lipaser som ikke er relatert til mage- og tarmkanalen, for eksempel: lever- (HL), lipoprotein- (LPL) og endotelcelle- (EL) lipaser [17]. Den generelle funksjonen til disse lipasene er å frigjøre FA fra lipoproteinene i blodstrømmen, noe som gjør dem tilgjengelig for absorpsjon for cellene i kroppen.
 

Figur 2 viser det relative bidraget av human gastrisk lipase (HGL) (10-30%), og human pankreatisk lipase (HPL) (70-90%), til den totale lipid fordøyelsen. Figuren er basert på N'goma et al. (2012) [18]

 

Munnen - forbreder maten for videre fordøyelse

Munnen er første stoppestedet for maten når den går inn i kroppen og inn i mage-tarmkanalen. I munnen vil den mekaniske nedbrytningen av molekylene i maten starte ved hjelp av tennene som tygger maten. Videre har man også utskillelse av spytt i munnen som vil være med på å løse opp maten, og man får dannet en mat-bolus. Det har tidligere blitt foreslått at mennesket har en lingual lipase, og at fett fordøyelsen starter allerede i munnen. Men denne teorien har i den senere tid blitt tilbakevist [19].

 

Fordøyelse av fett i magesekken

Fordøyelsen av TAGs starter i magen ved hjelp av den gastriske lipasen (HGL) [20]. Den gastriske lipasen er kjent for å være stabil og aktiv ved sur pH, med en maksimal aktivitet ved pH 5,0 til 5,4 [21]. Den har også blitt vist å hydrolysere fettsyrer fra alle tre posisjoner på TAG [22], men med en spesifisitet for sn-3 [13, 23]. På bakgrunn av dette, vil den lipolytiske aktiviteten av gastrisk lipase i hovedsak gi en fri fettsyre (FFA) + en diacylglycerol (DAG) [9, 13, 24, 25], der DAG er en glyserol med to FA festet til seg (fig. 2). HGL står for 10-30% av fordøyelsen av alle TAGs i mage-tarmkanalen [13, 26-28]. Begrensningen er foreslått å være både på grunn av pH endringer og på grunn av produktinhibering av HGL av de FFA som dannes [9, 29].

Figure 3 viser fordelingen av triglycerider (TAG) i diacylglycerol (DAG), og en fri fettsyre (FFA) initiert av gastrisk lipase (HGL).

 

Fordøyelse av fett i tynntarmen

Maten går etterhvert videre fra magen og inn i den første delen av tynntarmen som kalles tolvfingertarmen. Her vil den pre-fordøyde maten både blandes med enzymer fra pankreas (bukspyttkjertelen) og galle fra leveren [30, 31]. Som tidligere omtalt er lipider hydrofobe og avhengig av amfifile molekyler for å fordeles i mindre dråper. En av de viktigste overflateaktive stoffene, gallesalter, finner vi i gallen. Gallesaltene er helt nødvendige for å fordele de hydrofobe lipid kompleksene i det vannrike miljøet i tynntarmen til mindre komplekser kalt miceller. Dette vil gi en enklere frigivelse av FA fra TAGs og DAGs [9, 32, 33]. I gallen finner man også andre typer lipider, som fosfolipider og kolesterol, som også er inkludert i dannelsen av miceller [9] (fig. 4). Etter hvert som man får dannelse av flere FFA og MAGs vil også disse lipidkompleksene hjelpe til å øke emulgeringen, og igjen effektivisere fettfordøyelsen. Bakgrunnen for dette er at emulgering av oljedråpene vil øke arealet av fettets overflate,  og derfor øke den lipolytiske effekten av HPL[34].

 

Utskillelse av fordøyelsesenzymer fra pankreas (bukspyttkjertelen) stimuleres både av når mat kommer ned i magen, av hormoner, og som en reaksjon på sensoriske signaler som endes når du tenker, ser eller lukter mat [35]. Den pancreatiske lipasen (HPL) er en av enzymene som skilles ut som en respons på disse signalene [30]. HPL er hovedenzymet som er ansvarlig for lipolyse i mage-tarmkanalen hos mennesker, og er ansvarlig for hydrolysering av omtrent 98% av det gjenværende fettet fra kosten i tynntarmen hos friske mennesker. HPL tilrettelegger på denne måten for en total absorpsjon av 95-98% av det totale fettinnhold fra mat i tynntarmen [36]. HPL har en preferanse for FA plassert i sn-1-og sn-3-stillingen i TAG [37, 38], noe som gir dannelsen av to FFA + sn-2-MAG [37, 39] (fig. 3). HPL hindres av overflate aktive stoffer på fettdråpene, og er derfor avhengig av kolipase [40, 41] for å utøve sin funksjon. Kolipasen fungerer ved at den forankrer HPL til substratet, og sikrer på denne måten en effektiv lipolytisk aktivitet [42]. Fordøyelsen vil også påvirkes av typen fettsyrer som er tilstede. Korte-og medium lange fettsyrer (2-12 C), som er mindre hydrofobe, vil øke emulgering av fettdråper og vil på denne måten effektivisere fettfordøyelsen. Mens langkjedete FA (LC FA) (> 12 C), som er mer hydrofobe, vil samles i interfasene mellom olje og vann og på denne måten hindre HPL slik at den blir mindre effektiv [43]. Fettfordøyelsen og den totale absorbsjonen av fordøyd fett er svært effektiv, som beskrevet ovenfor. Følgelig ville fordøyelsen av EE bare påvirker hastigheten av HPL , men ikke den totale lipolytiske aktiviteten.
 

Figure 4 viser fordelingen av triglycerider (TAGs) i monoacylglycerol (MAG) og to frie fettsyrer (FFA) initiert av pankreatisk lipase (HPL).

 

Opptak og distibusjon av fett i kroppen

I tynntarmen er micellene særs viktig for transport av lipider med lav vannløselighet (for eksempel; kolesterol, monoglycerider, og FFA), til enterocyttene for absorpsjon [14, 33, 44]. Dette skjer ved at micellene oppløses når de når «the unstirred layer». Micellene løses da opp på grunn av en endring i pH, slik at kjerneinnholdet og komponentene som har bygd opp det ytre laget (f.eks gallesalter) frigjøres. Den spesifikke mekanismen for opptak og absorpsjon av fettsyrer ikke kjent, men prosessen er foreslått å være påvirket av fettsyrenes kjedelengde. Fettsyrer som inneholder <12 C kan vær bundet til albumin, som er et protein med affinitet for fettsyrer [45]. Bindingen til albumin gjør at de blir vannløselig, noe som igjen vil gjøre det mulig for fettsyrene og passivt diffundere over til blodstrømmen [46, 47], hvor de blir transportert til leveren via den hepatiske vene. LC FA (> 12 C), som er mer hydrofobe, transporteres over cellemembranen ved hjelp av transportproteiner [45, 48]. Inne i cellen vil de resyntetiseres til triglyserider i endoplasmatisk retikulum, før de blir transportert til golgi-apparatet hvor de blir kombinert med kolesterol, fosfolipider og proteiner, noe som gir dannelsen av ett lipoprotein som kalles kylomikron (CM) [49]. Lipoproteiner kan sammenliknes med kjøretøyer som er ansvarlige for transporten av ulike typer hydrofobe lipider, som kolesterol og fettsyrer, til vevet der de trengs. Grunnen til at lipoproteinen er vannløselige er på grunn av at de har ulike typer apo-lipoproteiner på cellemembrane.

 

Apo-lipoproteinene er viktig både som enzymatiske kofaktorer og som markører for reseptorer rundt omkring i kroppen. Markørene hjelper de forskjellige vev og celler med å gjenkjenne bestemte typer lipoproteiner, og sørger for at deres kjerneinnhold leveres til rett destinasjon. Som beskrevet ovenfor, kylomikroner er ansvarlig for transport av lipider som kommer fra maten du spiser og ut til cellene i vevet eller i leveren. Hvor fettet transporteres er avhengig av behovet for fettsyrer. Ettersom fettsyrene fjernes fra kylomikronene, mister de også de spesifikke apo-lipoproteinene som forteller at det er ett kylomikron og man får dannet en kylomikron-rest (CM-R). CM-R transporteres så av blodet tilbake til levra hvor de kataboliseres [51-53]. Lipider som syntetiseres i leveren pakkes i lipoproteiner kalt very-low density lipoproteiner (VLDL) og slippes ut i blodbanen for transport. Etter hvert som fettsyrene fjernes fra VLDL vil den reduseres til å bli ett low-density lipoprotein (LDL). LDL inneholder en liten mengde fettsyrer, noe som gjør at andelen av kolesterol stor. Hovedfunksjonen til LDL er å transportere kolesterol både til vevet og til leveren. High-density lipoprotein (HDL) er det lipoprotein som er ansvarlig for den "omvendte lipid transport ', og transporterer overflødig kolesterol fra vev tilbake til leveren og stereogent vev for nedbrytning og katabolisering [46, 47]. Stereogent vev er vev i kroppen som produserer steroider. Kolesterol benyttes blant annet til å syntetisere gallesyrer [51-53]. En  essensiell komponent for en effektiv fett fordøyelse og absorbsjon, som tidligere beskrevet.

 

Figure 5 Oversikt over lipid fordøyelse og fordelingen av fett, er detaljer som er beskrevet i teksten i kapittel; 2.4 Absorpsjon og fordeling av lipider. APOX, apolipoprotein; BS, galle salt; CE, kolesterol ester; CHL, kolesterol; CM, kylomikron; CM r, kylomikron rest; DAG, diacylglycerol; EL, endothelial lipase; FFA, frie fettsyrer; HDL, high-density lipoprotein; HL, lever lipase; IDL, middels-density lipoprotein; LDL, low-density lipoprotein; LPL, lipoprotein lipase; MAG, monoacylglycerol; TAG, triacylglycerol; VLDL, very-low density lipoprotein. Figur avledet fra Aarak, K. E (2013) [50].

 

Opptak av omega-3 fettsyrer fra ulike kilder - triglyserider og etylestere 

EPA og DHA er to flerumettede fettsyrer i omega-3 familien som har blitt vist å ha flere helsemessige egenskaper, som tidliger beskrevet over. «Naturlige» matvarer har en relativ lav andel av disse fettsyrene, noe som har ført til forslag om å anrike dem i lipidkomplekser som videre kan inkluderes i matvarer eller tas som kosttilskudd alene. En anerkjent metode som blir benyttet for dette er transesterifisere fettsyrer, der man fjerner glyserolet som ryggrad i triglyseridet og setter inn etanol i stedet. På denne måten syntetiserer man etylester (EE) [54].

 

Fordøyelsen av triglycerider og frigivelse av fettsyrer ved hjelp av den pankreatiske lipase (HPL) er beskrevet i detalj ovenfor. EE er også avhengig av det samme enzymsystemet for å fordøyes slik at fettsyrene frigis, men siden EE har ett etanol i stedet for glycerol er HPL bli mindre effektiv. Dette er på grunn av at bindingen mellom en fettsyre og etanol er sterkere og mer motstandsdyktig mot hydrolyse, sammenlignet med bindingen man finner mellom fettsyrer og glyserol i ett triglyserid [55-57]. På bakgrunn av dette har det vært mange studier med formålet å studere biotilgjengeligheten av omega-3 fettsyrer fra EE og triglyserider, samt å sammenlignet disse. Noen av disse studier har ikke vist noen forskjell på opptaket av omega-3 fettsyrene fra EE og triglyserider [58, 59]. Imidlertid har hoved andelen av disse studiene vist at flerumettede omerga-3 fettsyrer i triglyseridkomplekset har en bedre biotilgjengelighet sammenlignet med når de forekommer i EE [60-64]. Tilskudd av EE har ikke vist å påvirke hverken effektiviteten eller den totale fordøyelsen av triglyserider. Dette er på grunn av overskuddet av fordøyelsesenzymer i tarmen.

Fordøyelse av fosfolipider

I ett normalt kosthold vil fosfolipider utgjøre omlag 1-10% av det daglige fettinntaket [65]. Det fosfolipidet det finnes mest av i maten vi spiser er fosfatidylcholin, som etter triglycerider er det lipidkomplekset vi spiser mest av [66]. Som eksempel på andre fosfolipider som er til stede i maten vi spiser er fosfatidyletanolamin, fosfatidylserin og phosphatidylinositol. For at fettsyrene i fosfolipidene skal kunne absorberes må de, på samme måte som fettsyrer i triglyserider, frigjøres vedhjelp av fordøyelsesenzym.  I tarmen skjer dette ved hjelp av Fosfolipase A2. Fosfolipider er bygd opp som et triglyserid, med fettsyrer i to posisjoner, sn-1 og sn-2. Fosfolipase A2 har en preferanse for sn-2 av fosfolipidet, og når denne fettsyren kuttes får man dannet en fri fettsyre + lyso-PC. Disse to komponentene absorberes så før de resyntetiskeres til fosfolipider inne i enterocyttene før de transporteres ut sammen med triglyseridene i kylomikroner[65, 67].
 

Malabsorpsjon av fett

Biotilgjengeligheten er et begrep som vanligvis brukes når undersøke absorpsjon og opptak av næringsstoffer, definert som andel av en komponenter som er tilgjengelig for kroppen og normale fysiologiske funksjoner, eksempelvis i blodet [68]. Som tidligere beskrevet er både fordøyelsen av fett samt absorbsjonen av fordøyelsesproduktene meget effektivt. Denne effektiviteten kan påvirkes av ulike typer dysfunksjon i mage- tarmkanalen slik at man får en malabsorpsjon av næringstoffer, blant disse fett. Malabsorpsjon er definert som en patologisk forstyrrelse av den normale fysiologien som påvirker fordøyelsen, absorpsjon og transport av næringsstoffer og elektrolytter [69]. Eksempler på ulike dysfunksjoner som kan føre til dette er; problemer i tarmen, som ved lav produksjon av enzymer eller andre komponenter viktig for fordøyelsen, inflammatorisk tarmsykdom og tarmsekresjon;   ved dysfunksjon i mucosa, som cøliaki og tropisk sprue; ved lymfatisk dysfunksjon som lumphagiectasia, whipples sykdom og filarasis; eller ved andre fysiske endringer i mage- arm kanalen som ved inntak på påviker gallesyre sekresjonele eller ved ileal buypass [70]. Malabsorpsjon kan deles inn i tre hovedgrupper basert på graden av malabsorpsjon; (1) selektiv, hvis malabsorpsjon bare rammer ett bestemt mikro næringsstoff; eksempelvis laktose intoleranse; (2) partiell, når malabsorpsjon påvirker en gruppe av makronæringsstoffer, f.eks ved a-β-lipoproteinemia i babyer som ikke absorberre lipider og lipid-oppløselige vitaminer som normalt, og (3) total, når funksjonen av hele tynntarmen er svekket, for eksempel ved cøliaki. Symptomer på malabsorbsjon av næringsstoffer er også klassifiseres i to forskjellige kategorier, både intestinale og extraintestinale. Der de intestinale er mest vanlige.  De intestinale symptomene er eksempelvis kronisk diaré med vannaktig avføring ; endring i avføringens farge og konsistens. Eksempelvis vil malabsorbsjon av fett gi avføring med høyt fettinnhold og føre til en blek, gul flytende, svampeaktig avføring; hyperphagia; kvalme; oppkast; oppblåst mage; overdreven flatulens og ubehag i magen, men ikke smerter. Extraintestinal symptomer kan være; kortvoksthet; infertilitet, beinsykdom og hematologiske problemer [71].

 

Malabsorpsjon av lipider ville føre til mangel på de lipid-løselige vitaminene (A, D, E og K). Videre har malabsorpsjon av lipider også tidligere blitt vist å påvirke absorpsjon av essensielle FA (linolsyre) hos pasienter som har gått gjennom intestinal reseksjon [72]. Som nevnt over vil malabsorbsjon som oftest være generell og derfor påvirke opptaket av alle mikro- og makronæringstoffer. På tross av dette har det også tidliger blitt rapportert malabsrobsjon av spesikke næringstoffer. Blant disse er malabsorbsjon av gallesyre, essensielle komponenter for en effektiv fettfordøyelse og absorbsjon, som har blitt vist å føre til diaré når konsentrasjonen er> 3mmol / l i tykktarmen [73]. Spesifikk malabsorpsjon brukes også terapautsik i noen sammenhenger, for eksempel ved bruk av neomyzin for å redusere serumlipider hos pasienter med hyperlipidemi. Effekten vil økes ytterligere hos pasienter som tidligere har vært gjennom en ileal bypass, siden disse pasienten allerede har en redusert kapasitet til å absorbere lipider [70].

Inntaket av omega-3 fettsyrer - hvordan måles det?

Det er i dag ingen allment kjente biomarkører som reflekterer omega-3 inntaket i mennesker. Dette har tidligere blitt fremhevet som ett problem ved utforming og utførelser av kliniske studier der man ønsker å studere effekten av ett kosttilskudd som inneholder omega-3 fettsyre in vivo.  Som oppsummert av Fekete et. al (2009) vil en definert biomarkør være avgjørende for å avgjøre om det negative utfallet av en kontrollert studie, eksempelvis ingen funksjonelle endringer som en respons på tilskudd, er relatert til en klinisk effekt, mangel på effekt i studert objekt eller manglende effekt av intervensjonen på endringer i fettsyre komposisjonen i ønsket vev. Flere markører har tidligere vært foreslått, eksempelvis ulike plasma lipider (triglyserider, kolesterol estere, fosfolipider og total plasma lipider), erytrocytter og fettvev [74]. Imidlertid har dose-responskurve for inkorporering i disse komponentene tidligere blitt vist å variere [75, 76]. Disse observasjonen tyder derfor på at valg av biomarkør og vev for biomarkør også vil kunne være med og påvirke resultatet av studien, og således føre til at ulike studier vil være vanskelig å sammenligne med hverandre. Et rewiev av Øverby et. Al (2009) konkluderte også med at valget av biomarkør bør velges basert på det formålet og studiets lengde [77]. For eksempel ved å benytte fettvev ved vurdering av langvarige fettsyre inntak [78, 79], erytrocytter når man studerer inkorporering av n-3-FA <120 døgn [80], og plasmalipider når man ønsker å studere inntak for en kortere tidsperiode [81]. Imidlertid har plasmalipider også blitt foreslått for å gi informasjon for en lengre tidsperiode dersom fettsyrene er en del av ett stabilt kosthold [82].

 

Rapporten er basert på PhDen skrevet at Kristi Ekrann Aarak, entiteled "Frigjøring av fettsyrer fra lakseolje og laksemuskel ved in vitro fordøyelse – effekten av måltidssammensetning" (ISBN 978-82-575-1165-4)

 

References

  1. Mu, H. and T. Porsgaard, The metabolism of structured triacylglycerols. Prog Lipid Res, 2005. 44(6): p. 430-48.
  2. Borgström, B., Luminal Digestion of Fats. 2 ed. The Pancreas: Biology, Pathbiology, and Disease, ed. e.a. Vay Liang W. Go. 1993, New York: Raven Press, Ltd.
  3. Ackman, R.G., Some possible effects on lipid biochemistry of differences in the distribution on glycerol of long-chain n-3 fatty acids in the fats of marine fish and marine mammals. Atherosclerosis, 1988. 70(1-2): p. 171-3.
  4. Wang, C., et al., n-3 Fatty acids from fish or fish-oil supplements, but not alpha-linolenic acid, benefit cardiovascular disease outcomes in primary- and secondary-prevention studies: a systematic review. Am J Clin Nutr, 2006. 84(1): p. 5-17.
  5. Bjerve, K.S., et al., alpha-Linolenic acid and long-chain omega-3 fatty acid supplementation in three patients with omega-3 fatty acid deficiency: effect on lymphocyte function, plasma and red cell lipids, and prostanoid formation. Am J Clin Nutr, 1989. 49(2): p. 290-300.
  6. Hu, F.B., et al., Fish and long-chain omega-3 fatty acid intake and risk of coronary heart diseas and total mortality in diabetic women. Circulation, 2003. 107(14): p. 5.
  7. Calder, P.C., n-3 polyunsaturated fatty acids, inflammation, and inflammatory diseases. Am J Clin Nutr, 2006. 83(6 Suppl): p. 1505S-1519S.
  8. Armand, M., Lipases and lipolysis in the human digestive tract: where do we stand? Curr Opin Clin Nutr Metab Care, 2007. 10(2): p. 156-64.
  9. Carey, M.C., D.M. Small, and C.M. Bliss, Lipid digestion and absorption. Annu Rev Physiol, 1983. 45: p. 651-77.
  10. Fillery-Travis, A.J., L.H. Foster, and M.M. Robins, Stability of emulsions stabilised by two physiological surfactants: L-alpha-phosphatidylcholine and sodium taurocholate. Biophys Chem, 1995. 54(3): p. 253-60.
  11. Mun, S., E.A. Decker, and D.J. McClements, Influence of emulsifier type on in vitro digestibility of lipid droplets by pancreatic lipase. Food Research International, 2007. 40(6): p. 770-781.
  12. Westergaard, H. and J.M. Dietschy, The mechanism whereby bile acid micelles increase the rate of fatty acid and cholesterol uptake into the intestinal mucosal cell. J Clin Invest, 1976. 58(1): p. 97-108.
  13. Carriere, F., et al., Secretion and contribution to lipolysis of gastric and pancreatic lipases during a test meal in humans. Gastroenterology, 1993. 105(3): p. 876-88.
  14. Embleton, J.K. and C.W. Pouton, Structure and function of gastro-intestinal lipases. Advanced Drug Delivery Reviews, 1997. 25: p. 17.
  15. Eydoux, C., et al., Further biochemical characterization of human pancreatic lipase-related protein 2 expressed in yeast cells. J Lipid Res, 2007. 48(7): p. 1539-49.
  16. Amara, S., et al., Lipolysis of natural long chain and synthetic medium chain galactolipids by pancreatic lipase-related protein 2. Biochim Biophys Acta, 2010. 1801(4): p. 508-16.
  17. Birari, R.B. and K.K. Bhutani, Pancreatic lipase inhibitors from natural sources: unexplored potential. Drug Discovery Today, 2007. 12(19-20): p. 879-89.
  18. N'Goma, J.-C.B., et al., Understanding the lipid-digestion processes in the GI before designing lipid-based drug-delivery systems. Therapeautic Delivery, 2012. 3(1): p. 19.
  19. Moreau, H., et al., Screening of preduodenal lipases in several mammals. Biochim Biophys Acta, 1988. 959(3): p. 247-52.
  20. Hamosh, M., Lingual and gastric lipases. Nutrition, 1990. 6(6): p. 421-8.
  21. Gargouri, Y., et al., Kinetic assay of human gastric lipase on short- and long-chain triacylglycerol emulsions. Gastroenterology, 1986. 91(4): p. 919-25.
  22. Carriere, F., et al., Purification and biochemical characterization of dog gastric lipase. Eur J Biochem, 1991. 202(1): p. 75-83.
  23. Carriere, F., et al., Gastric lipases: cellular, biochemical and kinetic aspects, in Lipases: their structure, biochemistry and application, P. Woolley, Editor. 1994, Cambridge University Press: New York. p. 181-205.
  24. Patton, J.S., et al., Hydrolysis of triacylglycerol emulsions by lingual lipase. A microscopic study. Biochim Biophys Acta, 1982. 712(2): p. 400-7.
  25. Hayes, R.J., et al., Review of triacylglycerol digestion, absorption, and metabolism with respect to Salatrim triacylglycerols. J. Agric. Food Chem, 1994. 42: p. 474-483.
  26. Armand, M., et al., Characterization of emulsions and lipolysis of dietary lipids in the human stomach. Am J Physiol, 1994. 266(3 Pt 1): p. G372-81.
  27. Armand, M., et al., Physicochemical characteristics of emulsions during fat digestion in human stomach and duodenum. Am J Physiol, 1996. 271(1 Pt 1): p. G172-83.
  28. Armand, M., et al., Digestion and absorption of 2 fat emulsions with different droplet sizes in the human digestive tract. Emerican Journal of Clinical Nutrition, 1999. 70(6): p. 1096-106.
  29. Hamosh, M., D. Ganot, and P. Hamosh, Rat lingual lipase. Characteristics of enzyme activity. J Biol Chem, 1979. 254(23): p. 12121-5.
  30. Miled, N., et al., Digestive lipases: from three-dimensional structure to physiology. Biochimie, 2000. 82(11): p. 973-86.
  31. Borovicka, J., et al., Regulation of gastric and pancreatic lipase secretion by CCK and cholinergic mechanisms in humans. Am J Physiol, 1997. 273(2 Pt 1): p. G374-80.
  32. Reis, P., et al., Lipases at interfaces: a review. Adv Colloid Interface Sci, 2009. 147-148: p. 237-50.
  33. Hernell, O., J.E. Staggers, and M.C. Carey, Physical-chemical behavior of dietary and biliary lipids during intestinal digestion and absorption. 2. Phase analysis and aggregation states of luminal lipids during duodenal fat digestion in healthy adult human beings. Biochemistry, 1990. 29(8): p. 2041-56.
  34. Gargouri, Y., et al., Importance of human gastric lipase for intestinal lipolysis: an in vitro study. Biochim Biophys Acta, 1986. 879(3): p. 419-23.
  35. Keller, J. and P. Layer, Human pancreatic exocrine response to nutrients in health and disease. Gut, 2005. 54 Suppl 6: p. vi1-28.
  36. Porsgaard, T., et al., Differences in the intramolecular structure of structured oils do not affect pancreatic lipase activity in vitro or the absorption by rats of (n-3) fatty acids. Journal of Nutrition, 2005. 135(7): p. 1705-11.
  37. Mattson, F.H. and R.A. Volpenhein, The Digestion and Absorption of Triglycerides. J Biol Chem, 1964. 239: p. 2772-7.
  38. Rogalska, E., S. Ransac, and R. Verger, Stereoselectivity of lipases. II. Stereoselective hydrolysis of triglycerides by gastric and pancreatic lipases. Journal of Biological Chemistry, 1990. 265(33): p. 20271-6.
  39. Mattson, F.H., et al., Intermediates formed during the digestion of triglycerides. J Nutr, 1952. 48(3): p. 335-44.
  40. Borgstrom, B. and C. Erlanson, Pancreatic juice co-lipase: physiological importance. Biochim Biophys Acta, 1971. 242(2): p. 509-13.
  41. Morgan, R.G. and N.E. Hoffman, The interaction of lipase, lipase cofactor and bile salts in triglyceride hydrolysis. Biochim Biophys Acta, 1971. 248(1): p. 143-8.
  42. Freie, A.B., et al., Val-407 and Ile-408 in the beta5'-loop of pancreatic lipase mediate lipase-colipase interactions in the presence of bile salt micelles. J Biol Chem, 2006. 281(12): p. 7793-800.
  43. McClements, D.J., et al., Designing Food Structure to Control Stability, Digestion, Release and Absorption of Lipophilic Food Components Food Biophysics, 2008. 3: p. 219-228.
  44. Caspary, W.F., Physiology and pathophysiology of intestinal absorption. Am J Clin Nutr, 1992. 55(1 Suppl): p. 299S-308S.
  45. Stremmel, W., et al., A new concept of cellular uptake and intracellular trafficking of long-chain fatty acids. Lipids, 2001. 36(9): p. 981-9.
  46. Artursson, P., Epithelial transport of drugs in cell culture. I: A model for studying the passive diffusion of drugs over intestinal absorptive (Caco-2) cells. J Pharm Sci, 1990. 79(6): p. 476-82.
  47. Hamilton, J.A. and F. Kamp, How are free fatty acids transported in membranes? Is it by proteins or by free diffusion through the lipids? Diabetes, 1999. 48(12): p. 2255-69.
  48. Fitscher, B.A., et al., Protein-mediated facilitated uptake processes for fatty acids, bilirubin, and other amphipathic compounds. Proc Soc Exp Biol Med, 1996. 212(1): p. 15-23.
  49. Smith, W.L. and R.C. Murphy, The eicosanoids: cyclooxygenase, lipoxygenase, and epoxygenase pathways, in Biochemistry of Lipids, Lipopoteins and Membranes, 5th edition, D.E. Vance and J.E. Vance, Editors. 2008, Elsevier: Oxford, UK. p. 30.
  50. Aarak, K.E., Release of fatty acids from salmon oil and muscle during in vitro digestion - impact of a meal composition, in Institute of Chemistry, Biotechnology and Food Science. 2013, University of Life Sciences: Ås, Norway.
  51. Vance, J.E. and K. Adeli, Assembly and secretion of triacylglycerol-rich lipoproteins, in Biochemsitry of Lipids, Lipoproteins and Membranes, 5th edition, D.E. Vance and J.E. Vance, Editors. 2008, Elsevier: Oxford, UK. p. 26.
  52. Fielding, C.J. and P.E. Fielding, Dynamics of lipoprotein transport in the circulatory system, in Biochemistry of Lipids, Lipoprotein and Membranes, 5th edition, D.E. Vance and J.E. Vance, Editors. 2008, Elsevier: Oxford, UK. p. 22.
  53. Schneider, W.J., Lipoprotein receptors, in Biochemistry og Lipids, Lipoproteins and Membranes, 5th edition, D.E. Vance and J.E. Vance, Editors. 2008, Elsevier: Oxford, UK. p. 24.
  54. Mogelson, S., S.J. Pieper, and L.G. Lange, Thermodynamic bases for fatty acid ethyl ester synthase catalyzed esterification of free fatty acid with ethanol and accumulation of fatty acid ethyl esters. Biochemistry, 1984. 23(18): p. 4082-7.
  55. Yang, L.Y., A. Kuksis, and J.J. Myher, Lipolysis of menhaden oil triacylglycerols and the corresponding fatty acid alkyl esters by pancreatic lipase in vitro: a reexamination. J Lipid Res, 1990. 31(1): p. 137-47.
  56. Yang, L.Y., A. Kuksis, and J.J. Myher, Intestinal absorption of menhaden and rapeseed oils and their fatty acid methyl and ethyl esters in the rat. Biochem Cell Biol, 1990. 68(2): p. 480-91.
  57. Dyerberg, J., et al., Bioavailability of marine n-3 fatty acid formulations. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids, 2010. 83(3): p. 137-41.
  58. von Schacky, C. and P.C. Weber, Metabolism and effects on platelet function of the purified eicosapentaenoic and docosahexaenoic acids in humans. J Clin Invest, 1985. 76(6): p. 2446-50.
  59. Terano, T., et al., Effect of oral administration of highly purified eicosapentaenoic acid on platelet function, blood viscosity and red cell deformability in healthy human subjects. Atherosclerosis, 1983. 46(3): p. 321-31.
  60. Lawson, L.D. and B.G. Hughes, Human absorption of fish oil fatty acids as triacylglycerols, free acids, or ethyl esters. Biochem Biophys Res Commun, 1988. 152(1): p. 328-35.
  61. Visioli, F., et al., Dietary intake of fish vs. formulations leads to higher plasma concentrations of n-3 fatty acids. Lipids, 2003. 38(4): p. 415-8.
  62. Ikeda, I., et al., Digestion and lymphatic transport of eicosapentaenoic and docosahexaenoic acids given in the form of triacylglycerol, free acid and ethyl ester in rats. Biochim Biophys Acta, 1995. 1259(3): p. 297-304.
  63. Valenzuela, A., et al., Effect of supplementation with docosahexaenoic acid ethyl ester and sn-2 docosahexaenyl monoacylglyceride on plasma and erythrocyte fatty acids in rats. Ann Nutr Metab, 2005. 49(1): p. 49-53.
  64. el Boustani, S., et al., Enteral absorption in man of eicosapentaenoic acid in different chemical forms. Lipids, 1987. 22(10): p. 711-4.
  65. Cohn, J.S., et al., Dietary phospholipids and intestinal cholesterol absorption. Nutrients, 2010. 2(2): p. 116-27.
  66. Phan, C.T. and P. Tso, Intestinal lipid absorption and transport. Front Biosci, 2001. 6: p. D299-319.
  67. Mansbach, C.M., 2nd and F. Gorelick, Development and physiological regulation of intestinal lipid absorption. II. Dietary lipid absorption, complex lipid synthesis, and the intracellular packaging and secretion of chylomicrons. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2007. 293(4): p. G645-50.
  68. Guerra, A., et al., Relevance and challenges in modeling human gastric and small intestinal digestion. Trends Biotechnol, 2012. 30(11): p. 591-600.
  69. Bai, J.C., Malabsorption syndromes. Digestion, 1998. 59(5): p. 530-46.
  70. Thompson, G.R., Lipid related consequences of intestinal malabsorption. Gut, 1989. 30 Spec No: p. 29-34.
  71. Corazza, G., et al., Gliadin immune reactivity is associated with overt and latent enteropathy in relatives of celiac patients. Gastroenterology, 1992. 103(5): p. 1517-22.
  72. Press, M., et al., Diagnosis and treatment of essential fatty acid deficiency in man. Br Med J, 1974. 2(5913): p. 247-50.
  73. Fromm, H. and M. Malavolti, Bile acid-induced diarrhoea. Clin Gastroenterol, 1986. 15(3): p. 567-82.
  74. Fekete, K., et al., Methods of assessment of n-3 long-chain polyunsaturated fatty acid status in humans: a systematic review. Am J Clin Nutr, 2009. 89(6): p. 2070S-2084S.
  75. Brown, A.J., E. Pang, and D.C. Roberts, Persistent changes in the fatty acid composition of erythrocyte membranes after moderate intake of n-3 polyunsaturated fatty acids: study design implications. Am J Clin Nutr, 1991. 54(4): p. 668-73.
  76. Tremoli, E., et al., Prolonged inhibition of platelet aggregation after n-3 fatty acid ethyl ester ingestion by healthy volunteers. Am J Clin Nutr, 1995. 61(3): p. 607-13.
  77. Overby, N.C., L. Serra-Majem, and L.F. Andersen, Dietary assessment methods on n-3 fatty acid intake: a systematic review. Br J Nutr, 2009. 102 Suppl 1: p. S56-63.
  78. Knutsen, S.F., et al., Comparison of adipose tissue fatty acids with dietary fatty acids as measured by 24-hour recall and food frequency questionnaire in Black and White Adventists: the Adventist Health Study. Ann Epidemiol, 2003. 13(2): p. 119-27.
  79. Arab, L., Biomarkers of fat and fatty acid intake. J Nutr, 2003. 133 Suppl 3: p. 925S-932S.
  80. Sullivan, B.L., P.G. Williams, and B.J. Meyer, Biomarker validation of a long-chain omega-3 polyunsaturated fatty acid food frequency questionnaire. Lipids, 2006. 41(9): p. 845-50.
  81. Hodge, A.M., et al., Plasma phospholipid fatty acid composition as a biomarker of habitual dietary fat intake in an ethnically diverse cohort. Nutr Metab Cardiovasc Dis, 2007. 17(6): p. 415-26.
  82. Ottestad, I., et al., Oxidised fish oil does not influence established markers of oxidative stress in healthy human subjects: a randomised controlled trial. Br J Nutr, 2012. 108(2): p. 315-26.